Herpèsvirus Bovin de Type 1

Connu sous le nom de: BHV-1 - Rhinotrachéite Infectieuse Bovine - RIB - Vulvovaginite Pustulaire Infectieuse - VPI - Balanoposthite Pustulaire Infectieuse - BPI

Introduction

L’herpèsvirus Bovin de type 1 (BHV-1) est à l’origine de 3 maladies: la Rhinotrachéite Infectieuse Bovine (RIB), la Vulvovaginite Pustulaire Infectieuse (VPI) chez la femelle et la Balanoposthite Pustulaire Infectieuse (BPI) chez le male.

Les conséquences cliniques de la présence de BHV-1 dans un troupeau dépendent de la virulence de la souche. Si la souche est virulente, il peut y avoir une morbidité de 100% dans un cheptel naïf. Sinon, la morbidité est d’environ 20%. La mortalité varie de 0 à 10%.

Distribution

Mondiale.

Récemment, des pays Européens tels que le Danemark, la Suède, la Finlande, la Suisse et l’Autriche ont réussi à éradiquer l’infection en appliquant une politique d’abattage stricte.

La maladie est endémique au Royaume Uni.

BHV-1 est transmis par les sécrétions nasales ou génitales. La transmission est principalement directe, d’animal à animal, par les routes respiratoires ou génitales. La transmission indirecte par vecteur passif est aussi possible. La transmission verticale est possible chez la vache, et le virus peut traverser le placenta et infecter le fœtus.

Une épidémie de BHV-1 dans un troupeau commence soit par la réactivation d’une infection chez un porteur latent du virus, soit pas l’introduction d’un animal infecté de manière aigue.

Le BHV-1 est également transmis entre troupeaux à proximité car la transmission en aérosol sur de courtes distances est possible.

Animaux touchés

Les hôtes naturels sont les bovins. BHV-1 a une spécificité étroite. Les espèces susceptibles, chez lesquelles le BHV-1 est capable d’établir une infection latente, sont les bovins, les chèvres, les moutons et les autres membres de la sous-espèce Bovidae.

Les épidémies se présentent souvent chez les animaux entre 6 et 18 mois d’âge, mais les bovins de tout âge sont susceptibles. Les veaux sont souvent protégés par les anticorps maternels jusqu’à l’âge de 3-4 mois et donc il est rare d’observer une infection avant ce moment.

Signes cliniques

Les signes cliniques de la RTI varient en fonction de la souche, mais la présentation classique est d’une toux, d’un écoulement nasal séreux, d’une tachypnée et d’une dyspnée. Il peut aussi y avoir une lacrimation excessive, une conjonctivite et des éternuements. Le virus est excrété dans les secrétions nasales dans les 24h suivant l’infection. Après une période d’incubation de 2-4 jours, les secrétions sont plus abondantes et deviennent purulentes. L’animal est souvent fiévreux, faible et déprimé. Son appétit est réduit et il y a souvent une perte de poids. Si l’animal produit du lait, la quantité diminue. Les jeunes animaux souffrent d’un excès de salivation. Chez les vaches laitières, les animaux présentent souvent avec une baisse de la lactation et parfois une fièvre.

Le RIB peut entrainer des avortements si les génisses ou les vaches sont infectées pendant la gestation. L’avortement se produit entre 4 et 8 mois de gestation. Une mort embryonnaire prématurée peut aussi survenir. Les vaches gestantes sont infectées via le système respiratoire. Le virus se propage dans le sang, pénètre l’artère utérine et traverse le placenta. L’avortement se produit à cause d’une infection lytique du fœtus. Tous les organes internes du fœtus, surtout le foie et le cortex rénal, montrent des foyers de nécrose. Si les vaches sont infectées dans le dernier tiers de la gestation, les veaux peuvent naître faibles et mourir jeunes dans les 2 premières semaines de vie.

Une infection latente est également possible, car les cellules virales se localisent dans le nerf trijumeau, et le virus est excrété pendant les périodes de stress. Si la réponse immunitaire est efficace, les animaux peuvent se rétablir en 14 jours. Tout animal sur une ferme où la maladie est endémique doit être considéré comme porteur du virus, même si cela ne correspond pas à leur statut d’anticorps.

Certaines souches du BHV-1 ont un taux de mortalité très élevé.

Avec la VPI et la BPI, il y a une douleur du vagin ou du pénis, un gonflement des organes génitaux, une réticence à l’accouplement, un écoulement muqueux du vagin ou du pénis, et des ulcères, des vésicules et des érosions des organes génitaux. L’animal urine et soulève la queue fréquemment.

Pathologie

Des ulcères et des rougeurs sont présents sur les muqueuses nasales, dans le pharynx et la trachée. Les lésions sont confinées à l’appareil respiratoire supérieur. Une bronchite et une pneumonie peuvent également être présents, souvent une conséquence d’infections bactériennes secondaires. Les muqueuses respiratoires sont rouges et œdémateuses, il y a des foyers d’ulcères et certaines des lésions sont hémorragiques.

La vulvulovaginite pustulaire infectieuse (VPI) et la balanoposthite pustulaire infectieuse (BPI) sont des inflammations pustulaires qui sont à l’origine de rougeurs et d’œdèmes de la muqueuse génitale et de vésicules et de pustules qui deviennent des ulcères.

Diagnostic

L’IBR est suggéré s’il y a une épidémie soudaine de maladie respiratoire avec un écoulement nasal abondant, une fièvre et une dépression. Dans un cheptel naïf, l’infection se transmet rapidement et il peut y avoir des morts de nouveau-né et des avortements entre 4-8 mois de gestation. Des souches peu virulentes peuvent circuler sans l’apparition de signes cliniques.

La forme VPI du virus est suspectée s’il y a des lésions pustulaires et vésiculaires de la muqueuse génitale et des preuves de transmission vénérienne.

Dans le laboratoire, le virus peut être isolé de prélèvements du nez ou du vagin ou de tissu écrasé. L’ADN du BHV-1 peut être détecté grâce à la PCR. Chez un individu, des une sérologie appariée peut montrer une augmentation du taux d’anticorps 2 semaines après le début des signes cliniques.

Des ELISA existent pour détecter des anticorps au BHV-1 dans le lait en vrac, ou dans un échantillon de lait d’une vache. Les ELISA de lait sont tout aussi efficaces que les ELISA de sérum.

Lors d’un programme de control de la RTI, le diagnostic sérologique a pour but d’identifier les animaux porteurs latents du virus. Certains animaux peuvent être porteurs du virus mais également séronégatifs.

Traitement

Un traitement de soutien est souvent nécessaire avec cette maladie. Les antibiotiques peuvent être utilisés s’il y a une infection bactérienne secondaire.

Des composés anti-inflammatoires non-stéroidiens peuvent aider à traiter la douleur et la fièvre.

Contrôle

Un vaccin est disponible, sous forme inactivée ou vivant atténué. La vaccination débute à l’âge de 3-4 mois après la baisse des anticorps maternels, et pour le vaccin inactivé, il faut vacciner 2 fois à 3 semaines d’intervalle. Les vaccins vivants atténués sont administrés une ou deux fois selon le produit. L’immunité dure de 6 mois à 1 an. La vaccination est recommandée chez les jeunes veaux pour prévenir les signes cliniques.

Le vaccin atténué peut être délivré par la voie nasale chez les veaux de moins de 3 mois car l’immunité maternelle n’interfère pas autant.

La vaccination protège le bétail en cas d’infection, et réduit l’excrétion du virus. La vaccination des animaux porteurs du virus peut aussi réduire l’excrétion du virus par ce groupe.

Des vaccins marqueurs existent et leur utilisation est recommandée. Ce sont des mutants avec une suppression de la glycoprotéine E (gE). Si un animal à des anticorps contre gE ceci indique qu’ils sont infectés et non pas vaccinés.

Références

Cet article est tiré du Manuel de la Santé et de la Production Animale (The Animal Health & Production Compendium), publié en ligne par CABI à l'occasion du Projet OVAL. Fiche technique utilisée: bovine herpesvirus 1 and bovine herpesvirus 1 infections accédée le: 3/04/2011

1.0 1.1 Straub, O. C (1990) Infectious bovine rhinotracheitis virus. Virus infections of ruminants, 71-108;10

OIE (2005) Terrestrial Animal Health Code. Paris, France: Office International Des Epizooties, Chapter 2.3.5.

Thiry, E et al., (2001). Risk evaluation of cross-infection of cattle with ruminant alphaherpesviruses related to bovine herpesvirus type 1. In: Körber R, ed. Tagungsbeiträge, 3. Internationales Symposium zur BHV-1- und BVD-Bekämpfung, Stendal, in press

Six, A., Banks, M., Engels, M., Bascunana, C. R., Ackermann, M (2001) Latency and reactivation of bovine herpesvirus 1 (BHV-1) in goats and of caprine herpesvirus 1 (CapHV-1) in calves. Archives of Virology, 146(7):1325-1335; 38

Smith, K. C (1997) Herpesviral abortion in domestic animals. Vet Journal, 153(3):253-268

Thiry, E., Detilleux, P., Vriese, A., Pirak, M., Pastoret, P-P (1984) Infectious bovine rhinotracheitis in the neonatal period: a review and a case report. Annales de Médecine Vétérinaire, 128(1):33-40; 25

Gibbs, E. P. J., Rweyemamu, M. M (1977) Bovine herpesviruses. Part I. Bovine herpesvirus 1. Veterinary Bulletin, 47:317-343.

Lemaire, M., Meyer, G., Baranowski, E., Schynts, F., Wellemans, G., Kerkhofs, P., Thiry, E (2000) Effects of bovine herpesvirus type 1 infection in calves with maternal antibodies on immune response and virus latency. J Clin Microbiol, 38:1885-1894

Kaashoek, M. J., Moerman, A., Madic, J., Rijsewijk, F. A. M., Quak, J., Gielkens, A. L. J., Oirschot, J. Tvan (1994) A conventionally attenuated glycoprotein E-negative strain of bovine herpesvirus type 1 is an efficacious and safe vaccine. Vaccine, 12(5):439-444; 19

Karstad, L., Jessett, D. M., Otema, J. C., Drevemo, S (1974) Vulvovaginitis in wildebeest caused by the virus of infectious bovine rhinotracheitis J Wildlife Diseases, 10:392-396.

Lemaire, M., Meyer, G., Baranowski, E., Schynts, F., Wellemans, G., Kerkhofs, P., Thiry, E (2000) Production of bovine herpesvirus type 1-seronegative latent carriers by administration of a live-attenuated vaccine in passively immunized calves. J Clin Microbiol, 38(11):4233-4238; 43 ref.

Mars, M. H et al (2000) Airborne transmission of bovine herpesvirus 1 infections in calves under field conditions. Veterinary Microbiology, 76(1):1-13.

Mars, M. H., Bruschke, C. J. M., Oirschot, J. Tvan (199) Airborne transmission of BHV 1 [bovine herpesvirus 1], BRSV [bovine respiratory virus], and BVDV [bovine virus diarrhoea virus] among cattle is possible under experimental conditions. Veterinary Microbiology, 66(3):197-207; 33

OIE, 2004. Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals. Paris, France: World Organisation for Animal Health. OIE (accessed April 2011)

OIE, 2009. World Animal Health Information Database - Version: 1.4. World Animal Health Information Database. Paris, France: World Organisation for Animal Health.

Van, Oirschot, J. T., Kaashoek, M. J., Rijsewijk, F. A. M (1996) Advances in the development and evaluation of bovine herpesvirus 1 vaccines. Veterinary Microbiol, 53(1/2):43-54; 60

Wyler, R., Engels, M., Schwyzer, M (1989) Infectious Bovine Rhinotracheitis/Vulvovaginitis (BHV-1). In: Wittmann G, ed. Herpesvirus Diseases of Cattle, Horse and Pigs. Massachusetts, USA: Kluwer Academic Publishers, 1-72.